文：远笙纪

编辑：远笙纪

对于全球来说，塑料制品由于其质轻、防水、绝缘、耐用和抗腐蚀等优点，已在人类生产生活中广泛应用。

据统计，全球每年使用的塑料量不少于3.5 × 10^8吨。然而，塑料制品在自然环境下难以降解，导致环境中废弃塑料的数量越来越多。

废弃塑料，如塑料袋、矿泉水瓶、一次性饭盒、废弃渔网等，会在物理、化学或其他因素的作用下分解成更小的塑料碎片或颗粒，其中直径小于5毫米的塑料碎片或颗粒被称为微塑料。

这些微塑料颗粒有时会通过降雨或地表径流等途径进入水环境，因为它们的大小与浮游生物相似，容易被水生生物误食。

例如，牡蛎、贻贝、鲱海鲷等水生生物会将微塑料误食并导致消化道堵塞。

这会导致这些动物的摄食率降低，严重时甚至引起个体死亡。此外，被水生生物误食的微塑料还可以通过物理性损伤、载体效应（如富集其他污染物）。

生物积累与食物链传递等途径产生一系列生态毒理效应，例如行为毒性（如运动能力下降、摄食能力降低）、生殖毒性（如生长发育缓慢、繁殖速度降低）、免疫毒性（如引发机体免疫炎症）。

氧化应激（如造成机体氧化损伤）等。我们研究发现，将斑马鱼Danio rerio幼鱼暴露于聚苯乙烯微塑料环境中，其肠道过氧化氢酶（CAT）活性在暴露20天时的表达量高于第10天。

于是，我们将七彩神仙鱼暴露于70~80μm聚苯乙烯微塑料环境30天后，发现其胰蛋白酶（TRY）活性显著降低；将泥蚶暴露于30μm微塑料环境中，我们发现其溶菌酶（LZM）活性随着微塑料浓度的升高而降低。

因此，可以推测聚苯乙烯微塑料可能对剑尾鱼的消化、抗氧化及免疫酶活性也存在一定程度的影响，预计可能会造成消化酶活性降低、抗氧化酶活性和免疫酶活性升高。

剑尾鱼是一种小型热带淡水鱼类，也是中国首个通过审定的淡水鱼类实验动物，其体型小、易于饲养、繁殖力强、繁殖周期短、对多种重金属毒物较为敏感，可作为水环境监测、水产药物安全性评价、化学品毒性检测、动物疾病检验及生态毒理学研究的模式鱼类。

然而，关于微塑料对剑尾鱼的毒性研究较为有限，因此本研究选择剑尾鱼作为实验对象，将其暴露于粒径1μm、5μm及混合粒径聚苯乙烯微塑料环境中72小时，并测定肠道中消化酶、抗氧化酶和免疫酶活性，以期积累有关微塑料对鱼类生物毒性的数据，并为深入研究微塑料的毒理学影响奠定基础。

模拟剑尾鱼消化实验

我们购买了5个月龄的红眼红体雄性剑尾鱼，并将它们放置在实验室内的自来水中，进行24小时的曝气。在饲养与驯化过程中，我们持续曝气并使用活性炭处理水，以保持氧溶解度≥5.7 mg·L^-1。

同时，我们保持水温在27℃±1℃，pH值在7.2～7.6之间，光周期为14小时光照和10小时黑暗。每天的喂食时间为09:00和17:00，饲料投喂量为剑尾鱼体质量的3%，所用饲料来自深圳市寸金观赏鱼饲料有限公司。

聚苯乙烯微塑料是粒径为1μm和5μm的绿色荧光塑料微球，可均匀分散于水中，最大激发和发射波长为470nm和526nm，购自天津倍思乐色谱技术开发中心。

在经过实验室的2周驯化后，我们选取了颜色和体型相近、活泼健康的个体（体质量为1.63g±0.29g，体长为5.6cm±0.55cm）作为实验动物。

根据微塑料环境浓度调查结果以及对水生生物毒性效应的研究方法，我们将试验分为7组（表1）：M0组（无微塑料）、M1-1组（微塑料颗粒直径：1μm，浓度：1 × 10^6粒/L）。

M1-2组（微塑料颗粒直径：1μm，浓度：1 × 10^7粒/L）、M2-1组（微塑料颗粒直径：5μm，浓度：1 × 10^6粒/L）、M2-2组（微塑料颗粒直径：5μm，浓度：1 × 10^7粒/L）。

M3-1组（微塑料颗粒直径：1μm与5μm按颗粒数1∶1混合，浓度：1 × 10^6粒/L）和M3-2组（微塑料颗粒直径：1μm与5μm按颗粒数1∶1混合，浓度：1 × 10^7粒/L）。每个处理组设置了3个重复，每个重复包含10尾鱼，总共共210尾鱼。

在开始暴露实验前，我们配制了各组聚苯乙烯微塑料溶液，并进行超声波处理，以确保微塑料颗粒均匀分布于水环境中。

暴露期间的环境条件与驯养时保持一致。根据《化学品鱼类急性毒性试验GB/T27861-2011》的标准，暴露实验进行了72小时。

在实验进行至36小时时，我们更换了1/3的水并提前进行了曝气和活性炭处理，同时添加相应的聚苯乙烯微塑料以维持暴露浓度。

在72小时的暴露实验结束后，我们立即使用MS-222麻醉剂麻醉剑尾鱼，待鱼无反应后，用蒸馏水冲洗鱼身3次，然后在冰上解剖。每个重复中取3尾鱼的肠道作为1个样本，每个处理组有6个平行样本。

我们剔除了肠道外的脂肪和内容物，然后用生理盐水冲洗，并将其放入已编号的冻存管中，随后放入液氮中迅速冷冻，保存在-80℃。

随后，我们取出冻存管中的肠道置于称量纸上准确称取其质量并记录，然后按照体积（mL）：质量（g）=9：1的比例加入预冷的生理盐水。随后，在冰水浴中对肠道组织进行机械研磨，制成浓度为10%的组织匀浆。

并进行低温高速离心（3000 r·min^-1，15分钟），取上清用于测定淀粉酶（AMS）、脂肪酶（LPS）、TRY、超氧化物歧化酶（SOD）、谷胱甘肽过氧化物酶（GSH）、CAT、丙二醛（MDA）。

我们使用SPSS 20.0进行数据统计，并采用单因素方差分析（One-Way ANOVA）来分析对照组和暴露组的酶活性差异。数据以x ± SD表示，显著水平设置为α = 0.05。图表绘制使用GraphPad Prism 8软件。

结果

通过在水环境中逐渐增加聚苯乙烯微塑料的浓度，我们发现剑尾鱼体内的一系列酶活性总体呈现上升趋势。其中，M0组的AMS（消化酶）活性为（0.4045 ± 0.0040） U·mg^-1，M1-1组为（0.4171 ± 0.0500） U·mg^-1，未发生显著变化（P > 0.05）；

而M1-2组为（0.4309 ± 0.0078） U·mg^-1，升高显著（P < 0.05）。LPS（抗氧化酶）活性也显著上升：M0组为（26.79 ± 0.85） U·g^-1，M1-1组和M1-2组显著上升[(35.90 ± 1.30) U·g^-1和(49.26 ± 1.83) U·g^-1；P < 0.05]。

TRY（免疫酶）活性呈现先上升后下降的趋势：M0组为（850.05 ± 69.23） U·mg^-1，M1-1组显著上升至（1113.25 ± 22.53）U·mg^-1（P < 0.05），而M1-2组显著下降为（969.67 ± 16.66） U·mg^-1（P < 0.05），但仍高于M0组（见图1）。

图1

随着水环境中聚苯乙烯微塑料浓度的增加，SOD（抗氧化酶）活性总体呈现显著下降趋势：M0组为（122.46 ± 3.75） U·mg^-1，M1-1组和M1-2组显著下降[(109.38 ± 2.08) U·mg^-1和(101.83 ± 2.68) U·mg^-1；P < 0.05]。

GSH（抗氧化酶）活性总体也显著下降：M0组为（83.08 ± 3.19） U·g^-1，M1-1组和M1-2组显著下降[(65.63 ± 1.90) U·g^-1和(72.53 ± 2.47) U·g^-1；P < 0.05]。

CAT（抗氧化酶）活性呈上升趋势：M0组为（18.47 ± 0.49） U·mg^-1，M1-1组和M1-2组显著上升[(23.71 ± 0.85) U·mg^-1和(23.03 ± 1.06) U·mg^-1；P < 0.05]（见图1）。

随着水环境中聚苯乙烯微塑料浓度的增加，MDA（氧化应激产物）活性总体呈现上升趋势：M0组为（5.66 ± 0.11） nmol·mg^-1，M1-1组和M1-2组显著上升[(6.84 ± 0.13) nmol·mg^-1和(6.70 ± 0.14) nmol·mg^-1；P < 0.05]。

LZM（免疫酶）活性呈显著上升趋势：M0组为（244.85 ± 12.89） U·mL^-1，M1-1组和M1-2组显著上升[(318.19 ± 11.09) U·mL^-1和(456.21 ± 13.13) U·mL^-1；P < 0.05]（见图1）。

在水环境中逐渐增加聚苯乙烯微塑料的浓度，发现剑尾鱼体内的酶活性总体呈现上升趋势：其中，M0组的AMS（消化酶）活性为（0.4045 ± 0.0040） U·mg^-1，M2-1组为（0.4365 ± 0.0105） U·mg^-1，升高显著（P < 0.05）。

M2-2组为（0.5058 ± 0.0056） U·mg^-1，升高显著（P < 0.05）。LPS（抗氧化酶）活性呈显著上升趋势：M0组为（26.79 ± 0.85） U·g^-1，M2-1组和M2-2组显著上升[(45.31 ± 2.12) U·g^-1和(50.13 ± 1.79) U·g^-1；P < 0.05]。

TRY（免疫酶）活性呈先上升后下降的趋势：M0组为（850.05 ± 69.23） U·mg^-1，M2-1组显著上升为（1094.60 ± 82.97） U·mg^-1（P < 0.05），M2-2组显著下降为（1023.27 ± 28.79） U·mg^-1（P < 0.05），但仍高于M0组（见图2）。

图2

随着水环境中聚苯乙烯微塑料浓度的增加，SOD（抗氧化酶）活性总体呈现下降趋势：M0组为（122.46 ± 3.75） U·mg^-1，M2-1组显著下降至（95.99 ± 1.66） U·mg^-1（P < 0.05），M2-2组显著下降至（101.40 ± 2.31） U·mg^-1（P < 0.05）。

GSH（抗氧化酶）活性总体也显著下降：M0组为（83.08 ± 3.19） U·g^-1，M2-1组和M2-2组显著下降[(57.74 ± 0.70) U·g^-1和(55.25 ± 1.03) U·g^-1；P < 0.05]。

CAT（抗氧化酶）活性呈上升趋势：M0组为（18.47 ± 0.49） U·mg^-1，M2-1组和M2-2组显著上升[(21.01 ± 0.66) U·mg^-1和(23.08 ± 0.61) U·mg^-1；P < 0.05]（见图2）。

随着水环境中聚苯乙烯微塑料浓度的增加，MDA（氧化应激产物）活性总体呈现上升趋势：M0组为（5.66 ± 0.11） nmol·mg^-1，M2-1组和M2-2组显著上升[(6.84 ± 0.13) nmol·mg^-1和(6.70 ± 0.14) nmol·mg^-1；P < 0.05]。

LZM（免疫酶）活性呈显著上升趋势：M0组为（244.85 ± 12.89） U·mL^-1，M2-1组和M2-2组显著上升[(318.19 ± 11.09) U·mL^-1和(456.21 ± 13.13) U·mL^-1；P < 0.05]（见图2）。

同样地，随着水环境中聚苯乙烯微塑料浓度的增加，剑尾鱼体内酶活性总体呈上升趋势：M0组的AMS（消化酶）活性为（0.4045 ± 0.0040） U·mg^-1，M3-1组为（0.4412 ± 0.0089） U·mg^-1，M3-2组为（0.4574 ± 0.0095）U·mg^-1，均上升显著（P < 0.05）。

LPS（抗氧化酶）活性呈现先上升后下降的趋势：M0组为（26.79 ± 0.85） U·g^-1，M3-1组显著上升至（47.45 ± 1.37） U·g^-1（P < 0.05），M3-2组下降至（53.93 ± 1.24） U·g^-1，仍显著高于M0组（P < 0.05）。

TRY（免疫酶）活性呈上升趋势：M0组为（850.05 ± 69.23） U·mg^-1，M3-1组显著上升为（1196.24 ± 114.03） U·mg^-1（P < 0.05），M3-2组显著上升为（1020.18 ± 45.34） U·mg^-1（P < 0.05），但仍高于M0组（见图3）。

图3

随着水环境中聚苯乙烯微塑料浓度的增加，SOD（抗氧化酶）活性总体呈现下降趋势：M0组为（122.46 ± 3.75） U·mg^-1，M3-1组显著下降至（105.53 ± 3.08） U·mg^-1（P < 0.05），M3-2组显著下降至（109.01 ± 1.68） U·mg^-1（P < 0.05）。

GSH（抗氧化酶）活性总体也显著下降：M0组为（83.08 ± 3.19） U·g^-1，M3-1组和M3-2组显著下降[(72.83 ± 0.73) U·g^-1和(69.67 ± 0.44) U·g^-1；P < 0.05]。

CAT（抗氧化酶）活性呈上升趋势：M0组为（18.47 ± 0.49） U·mg^-1，M3-1组和M3-2组显著上升[(24.28 ± 0.73) U·mg^-1和(24.08 ± 0.35) U·mg^-1；P < 0.05]（见图3）。

随着水环境中聚苯乙烯微塑料浓度的增加，MDA（氧化应激产物）活性总体呈现上升趋势：M0组为（5.66 ± 0.11） nmol·mg^-1，M3-1组和M3-2组显著上升[(6.51 ± 0.94) nmol·mg^-1和(6.56 ± 0.12) nmol·mg^-1；P < 0.05]。

LZM（免疫酶）活性呈显著上升趋势：M0组为（244.85 ± 12.89） U·mL^-1，M3-1组和M3-2组显著上升[(354.12 ± 9.02) U·mL^-1和(353.51 ± 8.29) U·mL^-1；P < 0.05]（见图3）。

实验结果表明，不同大小的聚苯乙烯微塑料浓度的增加对剑尾鱼肠道内消化酶、抗氧化酶和免疫酶活性均有显著影响。

在环境中存在聚苯乙烯微塑料的情况下，剑尾鱼体内的这些酶活性可能发生变化，这对于了解水生生物受到微塑料污染后的生理生态效应具有重要意义。